Ảnh hưởng của một số acid amine và spemindin lên sự hình thành phôi vô tính cây cọc rào (jatropha curcas L.) - Đỗ Đăng Giáp

TẠP CHÍ SINH HỌC 2013, 35(3se): 136-144 136 ẢNH HƯỞNG CỦA MỘT SỐ ACID AMINE VÀ SPEMINDIN LÊN SỰ HÌNH THÀNH PHÔI VÔ TÍNH CÂY CỌC RÀO (JATROPHA CURCAS L.) Đỗ Đăng Giáp*1, Nguyễn Thị Kim Loan1, Trần Trọng Tuấn1, Lê Thanh Tuấn1, Huỳnh Lê Thiên Tứ1, Thái Xuân Du1, Nguyễn Đình Lâm2, Dương Tấn Nhựt3 1Viện Sinh học nhiệt đới, Viện Hàn Lâm KH & CN Việt Nam, *dodanggiap@gmail.com 2Viện Khoa học Kỹ thuật nông nghiệp miền Nam 3Viện Nghiên cứu Khoa học Tây Nguyên, Viện Hàn Lâm KH & CN Việt Nam TÓM TẮT: Ở Việt Nam, phương pháp phát sinh phôi soma đã được áp dụng thành công trên cây Cọc rào. Nghiên cứu này trình bày kết quả nghiên cứu về ảnh hưởng của một số acid amin và spermidin trong việc gia tăng tần suất phát sinh phôi từ mô sẹo của cây Cọc rào. Một số acid amin và spermidin ở các nồng độ khác nhau [prolin (0; 250; 500; 750; 1000 mg.l-1); glutamin (0; 50; 100; 150; 200 mg.l-1); adenin sulphate (0; 50; 100; 150; 200 mg.l-1); spermidin (0; 0,01; 0,03; 0,05; 0,08 mg.l-1)] được bổ sung riêng rẽ vào môi trường nuôi cấy để khảo sát sự hình thành phôi soma. Kết quả cho thấy, các acid amin [prolin (750 mg.l-1); glutamin (150 mg.l-1); adenin sulphate (150 mg.l-1)] và spermidin (0,03 mg.l-1) giúp gia tăng sự hình thành phôi soma từ mô sẹo của cây Cọc rào. Từ khóa: adenin sulphate, cây cọc rào, glutamin, prolin, spermidin, phát sinh phôi soma. MỞ ĐẦU Cây cọc rào (Jatropha curcas L.) thuộc họ Thầu dầu (Euphorbiaceae) hay còn gọi là cây dầu mè, có nguồn gốc từ Mê-xi-cô, Trung Mỹ, sau đó được lan truyền sang châu Phi, châu Á. Cây cọc rào có tên trong từ điển những cây thuốc và vị thuốc Việt Nam [7]. Cây có thể sinh trưởng ở những vùng đất cát khô hạn. Hạt cây cọc rào có hàm lượng dầu khoảng 30-40%, dầu thô từ hạt được chế biến thành dầu diesel sinh học (biodiesel) và nhiều sản phẩm giá trị khác như phân hữu cơ, thuốc trừ sâu sinh học, dược liệu. Hiện nay, nhiều nước trên thế giới đang chạy đua phát triển cây này, nhất là các nước Ấn Độ, Trung Quốc, Thái Lan, Malaixia, Inđônêxia, Philíppin, Mianma và nhiều nước châu Phi nhằm phục vụ nhu cầu năng lượng tại chỗ và xuất khẩu. Vi nhân giống cây cọc rào đã được nghiên cứu nhiều trên thế giớí, cây con được tái sinh từ nuôi cấy các bộ phận khác nhau như: chồi nách, chồi đỉnh, đốt thân, trụ dưới lá mầm, cuống lá, lá [4, 15, 25, 31, 32, 33]. Vi nhân giống thông qua con đường nuôi cấy phôi vô tính được thực hiện thành công trên cây cọc rào. Jha et al. (2007) [14] đã nuôi cây thành công mô sẹo có khả năng phát sinh phôi được thu nhận bằng cách nuôi cấy mẫu lá. Đỗ Đăng Giáp và nnk. (2012) [6] cũng đã nuôi cấy thành công phôi vô tính cây cọc rào thông qua mô sẹo. Trong nuôi cấy mô tế bào thực vật, sự hình thành phôi vô tính chịu ảnh hưỏng của một số yếu tố trong môi trường nuôi cấy như chất điều hòa sinh trưởng thực vật; các acid amin (prolin, serin, threonin); polyamin (spermidin, spermin), nguồn carbohydrate. Acid amin là một nguồn nitơ hữu cơ (dạng khử) được chuyển hóa rất nhanh trong tế bào thực vật, kích thích tế bào sinh trưởng và phát triển nhanh hơn [12]. Vì vậy, việc bổ sung acid amin vào môi trường nuôi cấy cung cấp cho tế bào và mô một nguồn nitơ hữu cơ phù hợp ở một mức độ nhất định. Acid amin đóng một vai trò quan trọng trong việc kích thích phát sinh phôi vô tính ở một số loài thực vật [11]. Polyamin trong môi trường dinh dưỡng có hiệu quả kích thích sự hình thành phôi vô tính. Có một số bằng chứng cho thấy rằng polyamin cần thiết cho sự phát triển của phôi in vitro [19]. Spermidin là polyamin mang tính đặc hiệu hơn được dùng cho sự phát sinh phôi vô tính từ mô tế bào cà rốt [10], Hevea [13], cỏ đinh lăng [3]. Trong nghiên cứu này, chúng tôi muốn tăng cường khả năng sinh phôi vô tính và cải tiến khả năng phát triển phôi vô tính từ mô sẹo trên cây cọc rào bằng những ảnh hưởng của một số Do Dang Giap et al. 137 acid amin và spemindin. VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU Vật liệu Sử dụng mẫu lá cây Cọc rào được trồng tại vườn ươm Viện Sinh học Nhiệt đới làm vật liệu nuôi cấy tạo phôi. Các cặp lá thứ hai từ đỉnh sau khi thu nhận được khử trùng sơ bộ bằng cách đặt dưới vòi nước chảy (30 phút), dùng xà phòng loãng rửa sơ bề mặt lá, sau đó ngâm lá trong cồn 70° (30 giây) rồi rửa lại bằng nước cất vô trùng (3-4 lần). Mẫu lá được chuyển vào tủ cấy và lắc khử trùng với dung dịch Javel có bổ sung 2-3 giọt Tween-20 (10 phút), sau đó rửa lại bằng nước cất vô trùng (4-5 lần). Các lá sau khi được khử trùng sẽ được cắt nhỏ theo kỹ thuật lớp mỏng tế bào (TCL). Mỗi mảnh nhỏ lá có kích thước 0,5 mm × 10 mm được cấy vào môi trường cơ bản MS [20] có bổ sung 1,0 mg.l-1 kinetin và 1,5 mg.l-1 2,4-D. Sau 4 tuần nuôi cấy trong điều kiện tối và sáng thì các mô sẹo có khả năng phát sinh phôi được hình thành. Phương pháp Khảo sát ảnh hưởng của prolin lên sự hình thành phôi vô tính Các mô sẹo có khả năng sinh phôi được cấy vào môi trường cơ bản MS có bổ sung 30 g.l-1 sucrose; 8 g.l-1 agar; 1,0 mg.l-1 kinetin và 0,05 mg.l-1 2,4-D [6] và prolin ở các nồng độ khác nhau (250; 500; 750; 1000 mg.l-1). Khảo sát ảnh hưởng của glutamin lên sự hình thành phôi vô tính Các mô sẹo có khả năng sinh phôi được cấy vào môi trường cơ bản MS có bổ sung 30 g.l-1 sucrose; 8 g.l-1 agar; 1,0 mg.l-1 kinetin và 0,05 mg.l-1 2,4-D [6] và glutamin ở các nồng độ khác nhau (50; 100; 150; 200 mg.l-1). Khảo sát ảnh hưởng của adenin sulphate lên sự hình thành phôi vô tính Các mô sẹo có khả năng sinh phôi được cấy vào môi trường cơ bản MS có bổ sung 30 g.l-1 sucrose; 8 g.l-1 agar; 1,0 mg.l-1 kinetin và 0,05 mg.l-1 2,4-D [6] và adenin sulphate ở các nồng độ khác nhau (50; 100; 150; 200 mg.l-1). Khảo sát ảnh hưởng của spermidin lên sự hình thành phôi vô tính cây Các mô sẹo có khả năng sinh phôi được cấy vào môi trường cơ bản MS có bổ sung 30 g.l-1 sucrose; 8 g.l-1 agar; 1,0 mg.l-1 kinetin và 0,05 mg.l-1 2,4-D [6] và spermidin ở các nồng độ khác nhau (0,01; 0,03; 0,05; 0,08 mg.l-1). Các thí nghiệm sau 4 tuần nuôi cấy ghi nhận ba chỉ tiêu: tỷ lệ mẫu hình thành phôi, số lượng phôi hình thành trên mỗi mẫu và trọng lượng tươi trung bình của phôi. Điều kiện thí nghiệm Thí nghiệm được tiến hành trong phòng nuôi cấy có nhiệt độ trung bình 25°C  2, thời gian chiếu sáng 14 h/ngày, cường độ chiếu sáng tương đương 50,64  1,00 µmol.m-2s-1, độ ẩm trung bình 60%  5. Xử lý thống kê số liệu Các thí nghiệm đều được bố trí theo kiểu thí nghiệm hoàn toàn ngẫu nhiên. Số liệu được ghi nhận và xử lý bằng phần mềm Statgraphics Centurion XV theo phương pháp DMRT [8] ở mức ý nghĩa 5%. KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN Ảnh hưởng của prolin lên sự hình thành phôi vô tính Prolin là một trong những acid amin được biết đến là có ảnh hưởng đến sự kích thích phát sinh phôi [30]. Trong thí nghiệm này, các mô sẹo có khả năng phát sinh phôi được cấy chuyền vào môi trường có bổ sung prolin ở các nồng độ khác nhau. Sau 4 tuần nuôi cấy, trên bề mặt mô sẹo xuất hiện các phôi vô tính. Khi tăng dần nồng độ prolin từ 250 lên 750 mg.l-1 thì tỷ lệ mẫu tạo phôi, số lượng phôi hình thành và trọng lượng tươi của phôi đều tăng dần. Đạt cao nhất ở công thức có bổ sung 750 mg.l-1 prolin, tỷ lệ mẫu tạo phôi cao nhất đạt 86,66%; số lượng phôi là 72,33; trọng lượng tươi của phôi là 0,0814 (bảng 1, hình 1c). Khi tăng nồng độ prolin lên 1000 mg.l-1 thì các chỉ tiêu về sự hình thành phôi giảm xuống rõ (bảng 1). TẠP CHÍ SINH HỌC 2013, 35(3se): 136-144 138 Bảng 1. Ảnh hưởng của prolin lên sự hình thành phôi vô tính cây cọc rào Prolin (mg.l-1) Tỷ lệ hình thành phôi (%) Số lượng phôi Trọng lượng tươi của phôi (g) 0 23,33d 11,66c 0,013c 250 50,00c 45,07b 0,050b 500 60,00bc 47,87b 0,053b 750 86,66a 72,33a 0,081a 1000 66,66b 50,70b 0,057b a, b, c thể hiện sự khác biệt có ý nghĩa ở mức ý nghĩa P < 0,05 theo phương pháp Duncan’s test. Prolin riêng lẻ hay kết hợp với các acid amin khác có tác dụng kích thích phát sinh phôi ở các loại thực vật khác nhau như trong trường hợp cây đậu xanh và đậu nành, phôi vô tính chỉ hình thành trên môi trường chỉ có bổ sung prolin [29]. Santos et al. (1996) [27] đã phát hiện rằng việc bổ sung prolin mang lại hiệu quả rõ ràng trên tổng số lượng protein của mô sẹo phát sinh phôi. Họ nghĩ rằng sự có mặt của prolin trong môi trường nuôi cấy dường như đáp ứng được các điều kiện stress, giảm điện thế nước trong môi trường nuôi cấy tế bào thực vật, tăng sự tích tụ các chất dinh dưỡng trong tế bào và cuối cùng tăng khả năng phát sinh phôi vô tính. Trong những báo cáo trước đó, prolin được phát hiện đưa ra những phản hồi tối ưu nhất trong sự phát sinh phôi vô tính cả sơ cấp và thứ cấp trên cây hoa hồng [18]. Một số báo cáo khác cũng đề cập đến những vai trò rõ ràng của prolin lên sự phát sinh phôi ở cây ngô [34] và cây kê [37]. Khi nuôi cấy tạo phôi Sâm ngọc linh, Nhut et al. (2012) [21] nhận thấy nồng độ prolin tối ưu là 300 mg.l-1. Trong khi đó trên đối tượng cây Dâu tây thì nồng độ prolin là 500 mg.l-1 cho hiệu quả tạo phôi tốt nhất [2]. Điều này cho thấy, ở mỗi loại thực vật khác nhau thì có tác dụng với mỗi nồng độ prolin khác nhau. Như vậy, môi trường có bổ sung 750 mg.l-1 prolin là nồng độ tối ưu ảnh hưởng đến khă năng cảm ứng phát sinh phôi vô tính và nâng cao tầng suất phát sinh phôi vô tính cây cọc rào. Ảnh hưởng của glutamin lên sự hình thành phôi vô tính Các mô sẹo có khả năng phát sinh phôi được cấy vào môi trường MS cảm ứng phát sinh phôi, có bổ sung glutamin ở các nồng độ từ 50 đến 200 mg.l-1. Sau 4 tuần nuôi cấy, quan sát thấy có sự xuất hiện của phôi vô tính cây Cọc rào lấm tấm dạng hình cầu. Sau đó bắt đầu có sự xuất hiện của các dạng phôi hình tim, hình thủy lôi và hai lá mầm. Ở công thức có bổ sung 150 mg.l-1 glutamin cho hiệu quả tạo phôi cao nhất với tỷ lệ hình thành phôi là 83,33%, số lượng phôi hình thành là 67,6 và trọng lượng tươi của phôi là 0,1043 g (bảng 2, hình 1d). Nhưng khi tiếp tục tăng nồng độ glutamin lên 200 mg.l-1 thì các chỉ tiêu đã giảm xuống, lúc này sự tăng nồng độ glutamin trong môi trường nuôi cấy làm ức chế sự phát sinh phôi vô tính. Bảng 2. Ảnh hưởng của glutamin lên sự hình thành phôi vô tính Glutamin (mg.l-1) Tỷ lệ hình thành phôi (%) Số lượng phôi Trọng lượng tươi của phôi (g) 0 23,33d 11,66c 0,013c 50 53,33c 33,13c 0,038b 100 70,00b 46,40b 0,053b 150 83,33a 67,60a 0,104a 200 63,33bc 48,23b 0,054b a, b, c thể hiện sự khác biệt có ý nghĩa ở mức ý nghĩa P < 0,05 theo phương pháp Duncan’s test. Do Dang Giap et al. 139 Việc bổ sung glutamin vào môi trường nuôi cấy cảm ứng sinh phôi đã được nghiên cứu ở nhiều loại thưc vật [17]. Glutamin hỗ trợ sự sinh trưởng của những tế báo có nhu cầu năng lượng cao và cần tổng hợp một lượng lớn protein và acid nucleic. Glutamin là một trong những acid amin sẵn có nhất để làm nguồn tạo năng lượng cho tế bào và nó cũng là nguồn năng lượng chính cho nhiều loại tế bào phân chia với tốc độ cao trong nuôi cấy in vitro [28]. Glutamin được sử dụng trong nhiều con đường sinh tổng hợp khác nhau trên nhiều cơ quan khác nhau của thực vật trong những thời kỳ sinh trưởng khác nhau. Glutamin đóng một vai trò quan trọng trong sự tăng nhanh và phát triển mô sẹo phát sinh phôi trên đối tượng cây Cryptomeria japonica [22]. El-Shiaty et al. (2004) [9] đã báo cáo trên đối tượng cây cọ dầu thì nồng độ glutamin tối ưu cho sự phát sinh phôi vô tính là 100 mg.l-1. Theo nghiên cứu của Varisai et al. (2004) [36] trên đối tượng cây đậu thổ nhĩ kỳ thì nồng độ tối ưu của glutamin bổ sung vào môi trường cảm ứng tạo phôi vô tính là 40 mg.l-1. Trong nghiên cứu này của chúng tôi thì sử dụng glutamin ở nồng độ 150 mg.l-1 là thích hợp đối với sự phát sinh phôi cây Cọc rào. Ảnh hưởng của adenin sulphate lên sự hình thành phôi vô tính Adenin sulphate, adenosin và adelynic acid đã được chứng minh có tác dụng hoạt hóa cytokinin và chúng được thêm vào môi trường nuôi cấy để gia tăng sự sinh trưởng hoặc gia tăng hoạt động của cytokinin trong môi trường nuôi cấy. Adenin kích thích sự phát sinh phôi soma và phát sinh cơ quan, gia tăng sự sinh trưởng của các đỉnh mô phân sinh biệt lập, bao gồm sư tăng nhanh của chồi nách trong nuôi cấy chồi và kích thích phát sinh chồi bất định gián tiếp từ mô sẹo hay trực tiếp từ mẫu cấy [35]. Bảng 3. Ảnh hưởng của adenin sulphate lên sự hình thành phôi vô tính Adenin sulphate (mg.l-1) Tỷ lệ hình thành phôi (%) Số lượng phôi Trọng lượng phôi trung bình (g) 0 23,33d 11,66c 0,013c 50 46,67c 29,07c 0,034c 100 63,33b 41,40b 0,047b 150 76,67a 52,43a 0,059a 200 53,33bc 39,27b 0,044b a, b, c thể hiện sự khác biệt có ý nghĩa ở mức ý nghĩa P < 0,05 theo phương pháp Duncan’s test. Sau 4 tuần nuôi cấy mô sẹo trên môi trường có bổ sung adenin sulphate ở các nồng độ từ 50- 200 mg.l-1 nhận thấy đã có sự xuất hiện các phôi vô tính. Khi tăng dần nồng độ adenin sulphate từ 50 lên 150 mg.l-1 thì tỷ lệ mẫu tạo phôi, số lượng phôi hình thành và trọng lượng tươi của phôi đều tăng dần, đạt cao nhất ở nồng độ 150 mg.l-1 (bảng 3, hình 1e). Nồng độ adenin sulphate tăng lên 200 mg.l-1 thì các chỉ tiêu giảm xuống, không còn hiệu quả trong hình thành phôi vô tính từ các mẫu mô sẹo có khả năng phát sinh phôi. Như vậy, môi trường có bổ sung 150 mg.l-1 adenin sulphate thích hợp cho khă năng cảm ứng phát sinh phôi vô tính và nâng cao tầng suất phát sinh phôi vô tính thông qua nuôi cấy mô sẹo cây Cọc rào. Adenin sulphate thường được chú ý khi được kết hợp với ammonium nitrate hoặc với cytokinin như BAP hoặc kinetin [35]. Một đặc tính nữa về hoạt động của adenin sulphate như là một chất hỗ trợ các cytokinin như kinetin và zeatin [35]. Adenin sulphate được sử dụng trong nuôi cấy in vitro giúp tăng nhanh số lượng cây giống trên đối tượng đu đủ [26] và Uraria picta [1]. Trên đối tượng cây tiêu đen (Piper nigrum), Philip et al. (2002) [23] đã chỉ ra rằng adenin sulphate làm tăng số lượng chồi trên một mẫu. Delgado-Shanchez et al. (2006) [5] báo cáo rằng việc sử dụng adenin sulphate ở những nồng độ khác nhau cũng tạo ra sự tăng nhanh trong nuôi cấy cụm chồi trên 2 loài đậu. Trong thí nghiệm này, adenin sulphate được thử TẠP CHÍ SINH HỌC 2013, 35(3se): 136-144 140 nghiệm trong quá trình kích thích tạo phôi vô tính từ mô sẹo trên đối tượng cây cọc rào, đạt hiệu quả cao nhất ở nồng độ là 150 mg.l-1 khi bổ sung vào môi trường nuôi cấy. Ảnh hưởng của spermidin lên sự hình thành phôi vô tính Các mẫu mô sẹo có khả năng sinh phôi từ cây Cọc rào nuôi cấy in vitro được cấy vào môi trường MS có bổ sung spermidin ở các nồng độ khác nhau. Sau 4 tuần nuôi cấy, các chỉ tiêu về tỷ lệ hình thành phôi, số lượng phôi hình thành và trọng lượng tươi của phôi được trình bày trong bảng 4. Khi nuôi cấy mô sẹo có khả năng sinh phôi trên môi trường có bổ sung spermidin ở các nồng độ khác nhau thì thấy rằng, sau 4 tuần nuôi cấy các mô sẹo được cảm ứng hình thành phôi rất nhanh, trên bề mặt mô sẹo xuất hiện những phôi hình cầu nhỏ và số lượng phôi tăng dần lên. Kết quả cho thấy, trên môi trường có bổ sung spermidin có sự hình thành phôi cao hơn hẳn so với môi trường không bổ sung spermidin, spermidin ở nồng độ 0,03 mg.l-1 cho hiệu quả cao nhất với tỷ lệ phát sinh phôi đạt 100%, số lượng phôi hình thành là 102 và trọng lượng tươi trung bình là 0,1139 g (bảng 4, hình 1f). Tiếp tục tăng nồng độ spermidin lên 0,05 mg.l-1 và 0,08 mg.l-1 thì tỷ lệ mẫu hình thành phôi, số lượng phôi cũng như trọng lượng tươi trung bình của phôi giảm xuống. Bảng 4. Ảnh hưởng của spermidin lên sự hình thành phôi vô tính Spermidin (mg.l-1) Tỷ lệ hình thành phôi (%) Số lượng phôi hình thành Trọng lượng tươi của phôi (g) 0 23,33e 11,67d 0,0134d 0,1 76,67c 63,37c 0,0717c 0,3 100,00a 102,70a 0,1139b 0,5 90,00b 81,27b 0,0912a 0,8 70,00d 61,13c 0,0674c a, b, c thể hiện sự khác biệt có ý nghĩa ở mức ý nghĩa P < 0,05 theo phương pháp Duncan’s test. Polyamin thực chất là một dạng của acid amin và nó được xem như là một chất quan trọng trong điêu hòa sinh trưởng thực vật. Polyamin đóng vai trò quan trọng trong sự biệt hóa tế bào để hình thành phôi [24]. Trong giai đoạn cảm ứng phôi, polyamin sẽ giúp cho tế bào vùng mô phân sinh phân chia nhanh chóng và giúp cho phôi được hình thành. Nồng độ polyamin giảm có thể gia tăng các tế bào mô sẹo nhưng giảm hình thành phôi. Như vậy, việc sử dụng polyamin trong môi trường nuôi cấy mang lại hiệu quả và có ý nghĩa quan trọng trong giai đoạn phát sinh phôi ở thực vật [16]. Những nghiên cứu trên tế bào cà rốt [10], Hevea [13], đinh lăng [3] chỉ ra rằng spermidin là polyamin mang tính đặc hiệu hơn được dùng cho sự phát sinh phôi vô tính. Trong nghiên cứu phát sinh phôi vô tính Panax ginseng [16] cũng đã khẳng định vài trò của spermidin. Thảo luận Kết quả nghiên cứu cho thấy, những acid amin sử dụng trong bài báo (prolin, glutamin, adenin sulphate) và spemidin đều có cảm ứng mạnh tăng cường khả năng hình thành phôi vô tính từ mô sẹo có khả năng sinh phôi so với những ghi nhận của Đỗ Đăng Giáp và nnk. (2012). Khi so sánh những kết quả về khả năng cảm ứng hình thành phôi vô tính từ mô sẹo tốt nhất của từng acid amin sử dụng (prolin, glutamin, adenin sulphate) và spemindin, chúng tôi cũng ghi nhận được spemindin có tính đặc hiệu và hiệu quả hơn. Tuy nhiên, spemindin là hóa chất rất đắt tiền, vì vậy, tùy vào điều kiện nghiên cứu và ứng dụng có thể sử dụng những acid amin thông dụng trên (prolin, glutamin, adenin sulphate) cho phù hợp. Do Dang Giap et al. 141 Hình 1. Hình thái phôi vô tính cây cọc rào. a. Mẫu mô sẹo có khả năng sinh phôi; b. Mẫu đối chứng; c. Prolin (750 mg.l-1); d. Adenin (150 g.l-1); e. Glutamin (150 g.l-1); f. Spermidin (0,03 mg.l-1) KẾT LUẬN Kết quả của chúng tôi chứng minh rằng, sự hình thành phôi soma của cây Cọc rào chịu ảnh hưởng của các acid amin hoặc spermidin. Việc bổ sung thêm một trong các các acid amin: prolin, glutamin, adenin sulphate hoặc spermidin sẽ làm tăng hiệu quả tạo phôi trên cây cọc rào. Lời cảm ơn: Nhóm tác giả xin chân thành cảm ơn Phòng Thí nghiệm trọng điểm Quốc gia về Công nghệ tế bào thực vật (Viện Sinh học nhiệt đới) đã hỗ trợ kinh phí cho nghiên cứu này. TẠP CHÍ SINH HỌC 2013, 35(3se): 136-144 142 TÀI LIỆU THAM KHẢO 1. Anand A., Srinivasa Rao C., Latha R., Josekutty P. C., Balakrishna P., 1998. Micropropagation of Uraria picta, a medicinal plant, through axillary bud culture and callus regeneration. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant, 34(2): 136-140. 2. Biswas M. K., Islam R., Hossain M., 2007. Somatic embryogenesis in strawberry (Fragaria sp.) through callus culture. Plant Cell Tiss. Org., 90: 49-54. 3. Cvikrová M., Binarova P., Cenklova V., Eder J., Machackova I., 1999. Reinitiation of cell division and polyamine and aromatic monoamine levels in alfalfa explants during the induction of somatic embryogenesis. Plant Physiol., 105: 330-337. 4. Datta M. M., Mukherjee P., Ghosh B., Jha T.B., 2007. In vitro clonal propagation of biodiesel plant. Curr. Sci., 93: 1438-1442. 5. Delgado-Sanchez P., Saucedo-Ruiz M., Guzmán-Maldonado S. H., Villordo-Pineda E., González-Chavira M., Fraire-Velázquez S., Acosta-Gallegos J. A., Mora-Avilés A., 2006. An organogenic plant regeneration system for common bean (Phaseolus vulgaris L.). Plant Sci., 170(4): 822-827. 6. Do Dang Giap, Bui Van The Vinh, Nguyen Thi Kim Loan, Thai Xuan Du, Chu Thi Bich Phuong, Hoang Xuan Chien, Nguyen Phuc Huy, Tran Trong Tuan, Nguyen Dinh Lam, Duong Tan Nhut, 2012. Organogenesis and somatic embryogenesis from leaf transverse thin cell layers of Jatropha curcas L. J. Biotechol., 10(2): 281-288. 7. Đỗ Tất Lợi, 1997. Những cây thuốc và vị thuốc Việt Nam. Nxb. Khoa học và Kỹ thuật, Hà Nội. 8. Duncan D. B., 1955. Multiple range and multiple F tests. Biometrics, 11(1): 1-5. 9. El-Shiaty O. H., El-Sharabasy S. F., Abd El-Kareim A. H., 2004. Effect of some amino acids and biotin on callus and proliferation of date palm (Phoenix dactylifera L.) Sewy cultivar. Arab J. Biotech., 7: 265-272. 10. Feirer R. P., Wann S. R., Einspahr D. W., 1985. The effect of spermidine synthesis inhibitors on in vitro plant development. Plant Growth Regul., 3: 319-327. 11. George E. F., 1993. Plant propagation by tissue culture - Part 1. The technology, 2nd edn. Exegetics, Eddington. 12. Grimes H. D., Hodges T. K., 1990. The inorganic NO3: NH4 ratio influences plant regeneration and auxin sensitivity in primary callus derived from immature embryos of indica rice (Oryza sativa L.). J. Plant Physiol., 136: 362-367. 13. Hadrami I. E., D’Auzac J., 1992. Effects of polyamine byosinthetic inhibitors on somatic embryogenesis and cellular polyamines in Hevea brasiliensis. J. Plant Physiol., 140: 33-36. 14. Jha T. B., Mukherjee P., Datta M. M., 2007. Somatic embryogenesis in Jatropha curcas Linn., an important biofuel plant. Plant Biotech. Rep., 1: 135-140. 15. Kalimuthu K., Paulsamy S., Senthilkumar R., Sathya M., 2007. In vitro propagation of the biodiesel plant Jatropha curcas L. Plant Tiss. Cult. Biotech., 17(2): 137-147. 16. Kevers C., Le Gal N., Monteiro M., Dommes J., Gaspar T. H., 2000. Somatic embryogenesis of Panax ginseng in liquid cultures: a role for polyamines and their metabolic pathways. Plant Growth Regul., 31: 209-214. 17. Kopertekh L. G., Stribnaya L. A., 2003. Plant regeneration from wheat leaf explants. Russian J. Plant Physiol., 50: 365-368. 18. Marchant R., Davey M. R., Lucas J. A., Power J. B., 1996. Somatic embryogenesis and plant regeneration in floribunda rose (Rosa hybrida L. cvs. Trumpeter and Glad Tidings). Plant Sci., 120: 95-105. 19. Mengoli M., Bagni N.,, 1992. Polyamines and somatic embryogenesis in higher plants. IAPTC Newsletters 68: 1-8. 20. Murashige T., Skoog F., 1962. A revised medium for a rapid growth and biossay with tobacco tissue culture. Physiol. Plant, 15: 473-497. Do Dang Giap et al. 143 21. Nhut D. T., Vinh B. V. T., Hien T. T., Huy N. P., Nam N. B., Chien H. X., 2012. Effect of spermidine, proline and carbohydrate sources on somatic embryogenesis from main root transverse thin cell layers of Vietnamese ginseng (Panax vietnamensis Ha et. Grushv.), Afr. J. Biotechnol., 11(5): 1084-1091. 22. Ogita S., Sasamoto H., Yeung E. C., Thorpe T. A., 2001. The effects of glutamine on the maintenance of embryogenic cultures of Cryptomeria japonica. In Vitro Cell Dev. Biol. Plant, 37: 268-273. 23. Philip V. J., Joseph D., Triggs G. S., Dickinson N. M., 1992.. Micropropagation of black pepper (Piper nigrum Linn.) through shoot tip cultures. Plant Cell Rep., 12(1): 41-44. 24. Rajam M. V., 1997. Polyamines. In: Prasad, MNV (ed). Plant Ecophysiology. John Wiley and Sons, New York, 343-374. 25. Rajore S., Batra A., 2005. Efficient plant regeneration via shoot tip explant in Jatropha curcas L. J. Plant Biochem. Biotech., 14: 73-75. 26. Saha M., Phatak A., Chandra N., 2004. In vitro culture studies in four dioecious varieties of Carica papaya L. using axillary buds from field-grown plants. J. Tiss. Res., 4(2): 211-214. 27. Santos M. A., Camara T., Rodriguez P., Claparols I., Torné J. M., 1996. Influence of exogenous proline on embryogenic and organogenic maize callus subjected to salt stress. Plant Cell Tiss. Org., 47: 59-65. 28. Sara A., Khaled E., 2011. Effects of Casein Hydrolysates and glutamine on callus and somatic embryogenesis of date palm (Phoenix dactylifera L.). New York Sci. J., 4(7): 121-125. 29. Shetty K., McKersie B. D., 1993. Proline, thioproline and potassium mediated stimulation of somatic embryogenesis in alfalfa (Medicago sativa L.). Plant Sci., 88: 185-193. 30. Shimizu K., Nagaike H., Yabuya T., Adachi T., 1997. Plant regeneration from suspension culture of Iris germanica. Plant Cell Tiss. Org., 50: 27-31. 31. Singh A., Reddy M. P., Chikara J., Singh S., 2010. A simple regeneration protocol from stem explants of Jatropha curcas. Ind. Crop Prod., 31: 209-213. 32. Sujatha M., Mukta N., 1996. Morphogenesis and plant regeneration from tissue cultures of Jatropha curcas. Plant Cell Tiss. Org., 44: 135-141. 33. Sujatha M., Makkar H. P. S., Becker K., 2005. Shoot bud proliferation from axillary nodes and leaf sections of non-toxic Jatropha curcas L. Plant Growth Regul., 47: 83-90. 34. Suprasanna P., Rao K. V., Reddy G. M., 1994. Embryogenic callus in maize: genotypic and amino acid effects. Cereal Res. Commun., 22: 79-82. 35. Van Staden J., Zazimalova E., George E. F., 2008. Plant growth regulators II: In: George EF, Hall M. and De Kleck GJ (eds). Cytokinins, their analogues and antagonist. Plant Propagation by Tissue Culture. vol 1. The Ackground. Springer, The Netherlands, 205-226. 36. Varisai M. S., Wang C. S., Thiruvengadam M. and Jayabalan N., 2004. In vitro plant regeneration via somatic embryogenesis through cell suspension cultures of horsegram [Macrotyloma uniflorum (Lam.) Verdc.]. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant, 40: 284-289. 37. Vikrant A., Rashid A., 2002. Somatic embryogenesis from immature and mature embryos of a minor millet Paspalum scrobiculatum L. Plant Cell Tiss. Org., 69: 71-77. TẠP CHÍ SINH HỌC 2013, 35(3se): 136-144 144 EFFECTS OF AMINO ACIDS AND SPERMIDINE ON SOMATIC EMBRYOGENESIS OF JATROPHA CURCAS L. Do Dang Giap1, Nguyen Thi Kim Loan1, Tran Trong Tuan1, Le Thanh Tuan1, Huynh Le Thien Tu1, Thai Xuan Du1, Nguyen Dinh Lam2, Duong Tan Nhut3 1Institute of Tropical Biology, VAST 2Insitute of Agricultural Science for Southern Vietnam 3Tay Nguyen Institute for Scientific Resreach, VAST SUMMARY In Vietnam, the somatic embryogenesis method was applied successfully on Jatropha curcas L., in this study, the effect of amino acids and spermidine on somatic embryogenesis of Jatropha curcas is reported. Some of amino acids and spermidine with different concentrations [proline (0; 250; 500; 750; 1000 mg.l-1); glutamine (0; 50; 100; 150; 200 mg.l-1); adenine sulphate (0; 50; 100; 150; 200 mg.l-1; spermidine (0; 0.01; 0.03; 0.05; 0.08 mg.l-1)] were supplied individually on culture medium to examine somatic embryogenesis from callus. The results from our study showed that amino acids [proline (750 mg.l-1); glutamine (150 mg.l-1); adenine sulphate (150 mg.l-1)] and spermidine (0.03 mg.l-1) increased somatic embryos formation of Jatropha curcas. Keywords: Jatropha curcas, adenine sulphate, glutamine, proline, micropropagation, somatic embryogenesis. Ngày nhận bài: 30-6-2013